Ионы меди снижают токсическое действие азида натрия и липополисахарида на культивированные зернистые нейроны мозжечка

Обложка


Цитировать

Полный текст

Аннотация

Введение. Ионы меди (Cu2+) являются структурными элементами белков, в том числе цитохром с-оксидазы (комплекс IV) — фермента, катализирующего конечный этап переноса электронов на кислород в процессе окислительного фосфорилирования в митохондриях. Поддержание гомеостаза Cu2+ в головном мозге очень важно, и его нарушение в центральной нервной системе вовлечено в патогенез многих нейродегенеративных заболеваний и патологических состояний головного мозга.

Цель исследования — определить влияние нетоксических концентраций ионов меди на гибель культивированных зернистых нейронов мозжечка, вызванную липополисахаридом (ЛПС; модель воспаления in vitro) и азидом натрия (NaN3, ингибитор цитохром с-оксидазы).

Материалы и методы. ЛПС (10 мкг/мл) или NaN3 (250 мкМ) добавляли на 7–8-й день in vitro в среду культивирования клеток мозжечка крыс на 24 ч. Уровень нитритов измеряли в среде культивирования методом Грисса, оптическую плотность регистрировали при длине волны 540 нм с помощью спектрофотометра, а число живых нейронов оценивали методом подсчёта морфологически интактных клеток.

Результаты. Добавление в среду культивирования ЛПС снижало выживаемость нейронов до 15 ± 2% относительно контроля, а NaN3 — до 20 ± 3%. В присутствии Cu2+ (0,5–5,0 мкМ) выживаемость нейронов дозозависимо повышалась: на фоне 5 мкМ Cu2+ при токсическом воздействии ЛПС — до 78 ± 4%, а при действии NaN3 — до 86 ± 6%. В среде культивирования контрольных культур содержание нитритов составляло 2,0 ± 0,2 мкМ. Добавление ЛПС вызывало повышение уровня нитритов до 8,5 ± 0,5 мкМ. Ионы меди не оказывали достоверного влияния на накопление нитритов в среде культивирования.

Заключение. Показана возможность защитного действия ионов меди на нейроны при токсичности, вызванной ЛПС и NaN3. Видимо, эта защита обусловлена взаимодействием Cu2+ с комплексом IV цепи переноса электронов в митохондриях, а не подавлением продукции оксида азота, не исключено также влияние Cu2+ на белки путей апоптоза.

Полный текст

Введение

Медь является одним из наиболее распространённых переходных металлов в организме: участвует в кислородном обмене, синтезе коллагена и пигментации кожи, поддерживая целостность кровеносных сосудов, а также в гомеостазе железа, антиоксидантной защите и синтезе нейромедиаторов [1]. Ионы Cu2+ в виде структурных элементов входят в состав ряда белков. Например, медь является необходимым компонентом цитохром с-оксидазы (комплекс IV) — фермента, который катализирует конечный этап переноса электронов на кислород в процессе окислительного фосфорилирования в митохондриях. Кроме того, ионы меди содержатся в молекуле важнейшего антиоксиданта — супероксиддисмутазы, входят в состав церулоплазмина — белка плазмы крови, вовлечённого в механизмы прооксидантных и антиоксидантных реакций. Медь также необходима для ряда важных процессов в ткани головного мозга: регуляции передачи внутриклеточных сигналов, поддержания баланса катехоламинов, миелинизации аксонов нейронов и осуществления синаптической передачи в центральной нервной системе (ЦНС) [2].

Содержание меди в головном мозге — около 3–5 мкг/г сырого веса [1]. Рекомендуемое для поддержания системного гомеостаза потребление меди взрослыми должно составлять 0,8–2,4 мг/сут [3]. Стабильный гомеостаз Cu2+ в головном мозге очень важен, и отклонения от него могут быть фатальными для нейронов. Нарушение гомеостаза Cu2+ в ЦНС вовлечено в патогенез многих нейродегенеративных заболеваний и патологических состояний головного мозга, таких как болезни Вильсона–Коновалова и Альцгеймера [4–6].

Нарушение внутриклеточного баланса меди или железа может вызывать усиление продукции свободных радикалов и окислительный стресс [78], т.к. эти металлы с переменной валентностью принимают непосредственное участие в реакции Фентона, продуктами которой являются высокотоксичные гидроксильные радикалы [9]. В двухвалентном состоянии медь может участвовать в выработке перекиси водорода тау-белком [9] и усиливать действие прооксидантов. Показано, что антиоксидант ацетилцистеин, присутствуя в среде культивирования в микромолярных концентрациях, проявляет прооксидантные свойства на фоне наномолярных концентраций меди [10]. Однако данные литературы о непосредственном влиянии этих ионов на ключевые процессы нейродегенерации, в том числе при воспалительных процессах в ЦНС и ингибировании работы митохондрий, весьма ограничены.

Цель исследования — определить влияние нетоксических концентраций Cu2+ на гибель культивированных зернистых нейронов мозжечка, вызванную липополисахаридом (ЛПС; модель воспаления in vitro) и азидом натрия (NaN3) — ингибитором цитохром с-оксидазы.

Материалы и методы

В экспериментах использовали 7–8-суточные культуры мозжечка 8-дневных крыс, полученные методом ферментно-механической диссоциации: 15 мин при 36,5ºC в растворе трипсина (0,05%) и ЭДТА (0,02%) на фосфатном буфере («Gibco Life Technologies»), далее ступенчатое пипетирование в среде [10]. Культивирование производили в 96-луночных пластиковых планшетах («Eppendorf»), покрытых полилизином («Sigma»). Питательная среда содержала 90% минимальной среды Игла на солях Эрла («Gibco»), 10% эмбриональной телячьей сыворотки («HyClone»), 2 мМ глутамина (glutaMAX, «Gibco»), 25 мМ KCl и 10 мМ буфера НЕРЕS, pH 7,2–7,4 («VWR Life Science»). В каждую ячейку планшета добавляли 0,1 мл суспензии клеток, создавая конечную плотность 3–5 × 103 клеток на мм2. Культуры развивались в СО2-инкубаторе, при 36,5ºC и относительной влажности 98%.

Хлорид меди (II) (0,5–5,0 мкМ, «Sigma»), ЛПС (10 мкг/мл, «Sigma») или NaN3 (250 мкМ) добавляли на 7–8-й день in vitro в среду культивирования клеток мозжечка 7-дневных крыс на 24 ч.

После эксперимента культуры фиксировали в смеси этанол + формальдегид + уксусная кислота (7 : 2 : 1) и окрашивали трипановым синим. Культуры фотографировали на инвертированном микроскопе «Olympus CKX41» или в системе визуализации изображения «EVOS M7000» («Termo Fisher Scientific») при увеличении объектива × 40. Процент выживших нейронов оценивали при подсчёте морфологически интактных культивированных зернистых нейронов в 5 последовательных полях зрения. Выживаемость в экспериментальных культурах выражали в процентах относительно контроля.

Уровень оксида азота (NO) определяли методом Грисса, основанном на получении диазосоединений, которые в результате реакции с альфа-нафтиламином окрашивают раствор в красный цвет. Фотометрию выполняли с помощью микропланшетного сканера («SpectraMax M2», «Molecular Devices») при длине волны 540 нм.

Для статистической обработки данных использовали программу «Statistiсa v. 13.3» («StatSoft Inc.»), однофакторный дисперсионный анализ ANOVA с апостериорным тестом Newman–Keuls или t-тест. Отличия между группами считали статистически значимыми при p < 0,05. Результаты выражали как среднее с ошибкой среднего (M ± SEM).

Все процедуры, выполненные в исследованиях с участием животных, соответствовали этическим стандартам, утверждённым правовыми актами России, принципам Базельской декларации и рекомендациям локального этического комитета ФГБНУ НЦН (протокол № 5-5/22 от 01.06.2022).

Результаты

Токсическое действие Cu2+ на культивированные клетки наблюдалось при концентрации этого иона в культурах от 25 мкМ. С дальнейшим повышением концентрации Cu2+ выживаемость нейронов снижалась дозозависимо (рис. 1). Добавление в среду культивирования ЛПС снижало выживаемость нейронов до 15 ± 2% (рис. 2) относительно контроля, а NaN3 — до 20,0 ± 2,5% (рис. 3). Если обработка нейронов токсинами проводилась в присутствии нетоксических концентраций ионов меди, то выживаемость нейронов дозозависимо повышалась.

 

Рис. 1. Влияние различных концентраций ионов меди на выживаемость культивированных зернистых нейронов мозжечка крыс.

*p < 0,05 по сравнению с контролем (0 мкМ).

Fig. 1. Effects of different copper ion levels on survival of cultured rat cerebellar granule neurons.

*p < 0.05 vs. control (0 μM).

 

Рис. 2. Ионы меди снижают токсическое действие ЛПС на культивированные зернистые нейроны мозжечка крыс.

А — окраска трипановым синим фиксированных культур. Стрелки указывают на ядра погибших нейронов. Масштаб 15 мкм.

B — количественные данные подсчёта морфологически интактных нейронов без (белые столбики) и при действии ЛПС (чёрные столбики).

*p < 0,05 по сравнению с 0 мкМ Cu2+ при действии ЛПС.

Fig. 2. Copper ions reduced LPS toxicity in cultured rat cerebellar granule neurons.

A: fixed cultures stained with trypan blue. Dead neuron nuclei are shown with arrows. Scale 15 μm.

B: quantitative data obtained by counting morphologically intact neurons without (white bars) and with LPS (black bars).

*p < 0.05 compared to 0 µM Cu2+ with LPS.

 

На фоне 5 мкМ Cu2+ при токсическом действии ЛПС выживаемость нейронов возрастала до 78 ± 4% (рис. 2), а при действии NaN3 — до 86 ± 6% (рис. 3). Уровень нитритов в среде культивирования контрольных культур составлял 2,0 ± 0,2 мкМ. Добавление ЛПС к клеточным культурам вызывало повышение содержания нитритов до 8,5 ± 0,5 мкМ (рис. 4). Хлорид меди в концентрации 5 мкМ не оказывал достоверного влияния на накопление нитрита в среде культивирования при воздействии ЛПС (рис. 4).

 

Рис. 3. Ионы меди снижают токсическое действие NaN3 (чёрные столбики) на культивированные зернистые нейроны мозжечка крыс.

А — окраска трипановым синим фиксированных культур. Стрелки указывают на ядра погибших нейронов. Масштаб 15 мкм.

B — количественные данные подсчета морфологически интактных нейронов без (белые столбики) и при действии NaN3 (чёрные столбики).

*p < 0,05 по сравнению с 0 мкМ Cu2+ при действии NaN3.

Fig. 3. Copper ions reduce NaN3 toxicity (black bars) in cultured rat cerebellar granule neurons.

A: fixed cultures stained with trypan blue. Dead neuron nuclei are shown with arrows. Scale 15 μm.

B: quantitative data obtained by counting morphologically intact neurons without (white bars) and with NaN3 (black bars).

*p < 0.05 compared to 0 µM Cu2+ with NaN3.

 

Рис. 4. Количество нитритов (NO) в среде культивирования зернистых нейронов мозжечка крыс.

Добавление ЛПС (10 мкг/мл, 24 ч) вызывает повышение уровня нитритов в среде культивирования. Cu2+ (5 мкМ) не оказывает достоверного влияния на накопление нитрита в среде культивирования при воздействии ЛПС.

 

Fig. 4. The levels of nitrites (NO) in the culture medium of rat cerebellar granule neurons.

The addition of LPS (10 μg/ml, 24 h) causes an increase in nitrites in the culture medium. Cu2+ (5 μM) have no significant effect on the accumulation of nitrite in the culture medium under LPS action.

 

Обсуждение

Считается, что дисбаланс ионов некоторых металлов, особенно цинка и меди, играет важную роль в патогенезе многих нейродегенеративных заболеваний, включая мультисистемную атрофию, боковой амиотрофический склероз, болезни Крейтцфельдта–Якоба, Вильсона–Коновалова, Альцгеймера и Паркинсона [1, 11, 12]. В норме ионы меди являются структурными элементами большого числа белков, в том числе белка плазмы крови церулоплазмина, участвующего в механизмах различных прооксидантных и антиоксидантных реакций. Медь необходима для функционирования антиоксидантной системы клетки, т.к. содержится в молекуле супероксиддисмутазы. Производные Cu(II) являются эффективными противовоспалительными средствами [13, 14], а Cu-связывающие пептиды проявляют противовоспалительную активность в первичных культурах микроглии [15].

Одним из важных медиаторов воспаления является NO. Ранее было показано, что клетки глии при воспалительной активации, наблюдаемой при большинстве патологий ЦНС, способны оказывать токсическое воздействие на нейроны, которое предотвращается ингибиторами индуцируемой синтазы NO [16]. Избыточное образование NO или активных форм NO, пероксинитрита ухудшает функционирование митохондрий и, в конечном итоге, влияет на метаболизм и выживаемость нейрональных клеток [17, 18]. Было обнаружено, что помимо множества регуляторных функций NO отвечает за модуляцию клеточного дыхания путём обратимого ингибирования цитохром с-оксидазы [19, 20].

В настоящем исследовании мы показали, что добавление в среду культивирования нейроглиальных культур ЛПС снижает выживаемость культивированных зернистых нейронов мозжечка крыс и сопровождается накоплением нитрита в среде культивирования за счёт продукции NO. Добавление Cu2+ в нетоксических концентрациях в среду культивирования достоверно снижало клеточную гибель, вызванную ЛПС. Известно, что NO может действовать как лиганд для атомов меди, а также может вступать в окислительно-восстановительную реакцию с металлом после его связывания. Кроме того, NO обладает неспаренным электроном, который может соединяться с неспаренным электроном Cu2+ [21]. В наших экспериментах медь не оказывала достоверного влияния на накопление нитрита в среде культивирования при воздействии ЛПС. В то же время NO может нарушать митохондриальное дыхание, главным образом, за счёт конкурентного ингибирования связывания кислорода с содержащей Cu2+ цитохром с-оксидазой (комплекс IV) [22] и прямого взаимодействия Cu2+ с ферментами цикла трикарбоновых кислот [23]. В выполненных нами экспериментах продемонстрировано, что защита нейронов ионами меди происходит при токсическом действии NaN3, который является ингибитором комплекса IV цепи переноса электронов в митохондриях.

Полученные нами данные коррелируют с более ранними результатами, дeмонстрирующими, что вызванное 1-метил-4-фенилпиридином (MPP+) снижение активности митохондриальных комплексов I, II, IV, V и Cu/Zn-супероксиддисмутазы в стриатуме крыс предотвращалось предварительной обработкой CuSO4 [24]. Кроме того, в этой модели нейродегенерации CuSO4 снижал индуцированное MPP+ повышение уровней ферментативной активности каспаз 8, 9 и 3 и вызывал уменьшение апоптотического повреждения клеток [25], предотвращал гипокинетическое состояние мышей, обработанных MPP+ [26]. Введение мышам хелатора меди приводит к снижению уровня активности комплекса IV в нейронах и падению активности антиоксидантной системы в ткани головного мозга [27, 28]. Исходя из приведённых выше данных, можно предположить, что защитное действие ионов меди при ингибировании комплексов цепи переноса электронов может происходить за счёт прямого воздействия на медь-зависимые белки или косвенного воздействия на белки путей апоптоза.

Заключение

Показана возможность защитного действия Cu2+ на нейроны при токсичности, вызванной индуктором воспаления ЛПС и ингибитором цитохром с-оксидазы NaN3. Видимо, эта защита обусловлена взаимодействием Cu2+ с комплексом IV цепи переноса электронов в митохондриях, а не подавлением продукции NO, не исключено также влияние Cu2+ на белки путей апоптоза.

Этическое утверждение. Авторы подтверждают соблюдение институциональных и национальных стандартов по использованию лабораторных животных в соответствии с «Consensus Author Guidelines for Animal Use» (IAVES, 23.07.2010). Протокол исследования одобрен Локальным этическим комитетом ФГБНУ НЦН (протокол № 5-5/22 от 01.06.2022).

Источник финансирования. Авторы заявляют об отсутствии внешних источников финансирования при проведении исследования.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Вклад авторов. Все авторы внесли существенный вклад в разработку концепции, проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию перед публикацией.

Ethics approval. Authors confirm compliance with institutional and national standards for the use of laboratory animals in accordance with «Consensus Author Guidelines for Animal Use» (IAVES, 23 July 2010). The research protocol was approved by the Local Ethics Committee of the Research Center of Neurology (protocol No. 5-5/22, June 1, 2022).

Source of funding. This study was not supported by any external sources of funding.

Conflict of interest. The authors declare no apparent or potential conflicts of interest related to the publication of this article.

Author contribution. All authors made a substantial contribution to the conception of the work, acquisition, analysis, interpretation of data for the work, draf-ting and revising the work, final approval of the version to be published.

×

Об авторах

Елена Викторовна Стельмашук

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Автор, ответственный за переписку.
Email: estelmash@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-2533-7673

д.б.н., в.н.с. лаб. нейробиологии и тканевой инженерии Института мозга 

Россия, Москва

Ольга Петровна Александрова

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: molka-molka@yandex.ru
ORCID iD: 0009-0006-9109-1463

к.б.н., н.с. лаб. нейробиологии и тканевой инженерии Института мозга 

Россия, Москва

Елизавета Евгеньевна  Генрихс

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: genrikhs@neurilogy.ru
ORCID iD: 0000-0002-3203-0250

к.б.н., с.н.с. лаб. нейробиологии и тканевой инженерии Института мозга 

Россия, Москва

Ешвандра Верма

Университет Чаудхари Чаран Сингх

Email: yeshvandra@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-5994-7501

магистр филологии, доктор философии, первый старший доцент кафедры токсикологии 

Индия, Мирут

Алла Борисовна Салмина

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: allasalmina@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-4012-6348

д.м.н., г.н.с., руководитель лаб. нейробиологии и тканевой инженерии и отдела молекулярных и клеточных механизмов нейропластичности Института мозга 

Россия, Москва

Николай Константинович Исаев

ФГБНУ «Научный центр неврологии»; ФГБОУ ВО «Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова»

Email: nisaev61@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-8427-1163

д.б.н., в.н.с. лаб. нейробиологии и тканевой инженерии Института мозга ФГБНУ «Научный центр неврологии»; доцент каф. клеточной биологии и гистологии биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова

Россия, Москва; Москва

Список литературы

  1. Gromadzka G., Tarnacka B., Flaga A., Adamczyk A. Copper dyshomeostasis in neurodegenerative diseases-therapeutic implications. Int. J. Mol. Sci. 2020;21(23):9259. doi: 10.3390/ijms21239259
  2. An Y., Li S., Huang X. et al. The role of Copper homeostasis in brain disease. Int J. Mol. Sci. 2022;23(22):13850. doi: 10.3390/ijms232213850
  3. Bost M., Houdart S., Oberli M. et al. Dietary copper and human health: current evidence and unresolved issues. J. Trace Elem. Med. Biol. 2016;35:107–115. doi: 10.1016/j.jtemb.2016.02.006
  4. Сальков В.Н., Худоерков Р.М., Сухоруков В.С. Патогенетические аспекты повреждений головного мозга при болезни Вильсона–Коновалова. Российский вестник перинатологии и педиатрии. 2020;65(6):22–28. Salkov V.N., Khudoerkov R.M., Sukhorukov V.S. Pathogenetic aspects of brain lesions in Wilson–Konovalov disease. Russian Bulletin of Perinatology and Pediatrics. 2020;65(6):22–28 (in Russ.) doi: 10.21508/1027-4065-2020-65-6-22-28
  5. Isaev N.K., Stelmashook E.V., Genrikhs E.E. Role of zinc and copper ions in the pathogenetic mechanisms of traumatic brain injury and Alzheimer's disease. Rev. Neurosci. 2020;31(3):233–243. doi: 10.1515/revneuro-2019-0052
  6. Гулевская Т.С., Чайковская Р.П., Ануфриев П.Л. Патоморфология головного мозга при гепатолентикулярной дегенерации (болезни Вильсона–Коновалова). Анналы клинической и экспериментальной неврологии. 2020;14(2):50–61. Gulevskaya T.S., Chaykovskaya R.P., Anufriev P.L. Cerebral pathology in hepatolenticular degeneration (Wilson disease). Annals of Clinical and Experimental Neurology. 2020;14(2):50–61. (in Russ) doi: 10.25692/ACEN.2020.2.7
  7. Fujimoto Y., Maruta S., Yoshida A., Fujita T. Effect of transition metal ions on lipid peroxidation of rabbit renal cortical mitochondria. Res. Commun. Chem. Pathol. Pharmacol. 1984;44(3):495–498.
  8. Jimenez Del Rio M., Velez-Pardo C. Transition metal-induced apoptosis in lymphocytes via hydroxyl radical generation, mitochondria dysfunction, and caspase-3 activation: an in vitro model for neurodegeneration. Arch. Med. Res. 2004;35(3):185–193. doi: 10.1016/j.arcmed.2004.01.001
  9. Su X.Y., Wu W.H., Huang Z.P. et al. Hydrogen peroxide can be generated by tau in the presence of Cu(II). Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007;358(2):661–665. doi: 10.1016/j.bbrc.2007.04.191
  10. Stelmashook E.V., Genrikhs E.E., Kapkaeva M.R. et al. N-acetyl-l-cysteine in the presence of Cu2+ induces oxidative stress and death of granule neurons in dissociated cultures of rat cerebellum. Biochemistry (Mosc.). 2017;82(10):1176–1182. doi: 10.1134/S0006297917100108
  11. Stelmashook E.V., Isaev N.K., Genrikhs E.E., et al. Role of zinc and copper ions in the pathogenetic mechanisms of Alzheimer's and Parkinson's diseases. Biochemistry (Mosc.). 2014;79(5):391–396. doi: 10.1134/S0006297914050022
  12. Agarwal P., Ayton S., Agrawal S. et al. Brain copper may protect from cognitive decline and Alzheimer's disease pathology: a community-based study. Mol. Psychiatry. 2022;27(10):4307–4313. doi: 10.1038/s41380-022-01802-5
  13. Whitehouse M.W., Walker W.R. Copper and inflammation. Agents Actions. 1978;8(1-2):85–90. doi: 10.1007/BF01972407
  14. Berthon G. Is copper pro- or anti-inflammatory? A reconciling view and a novel approach for the use of copper in the control of inflammation. Agents Actions. 1993;39(3–4):210–217. doi: 10.1007/BF01998975
  15. Caetano-Silva M.E., Rund L.A., Vailati-Riboni M. et al. Copper-binding peptides attenuate microglia inflammation through suppression of NF-kB pathway. Mol. Nutr. Food Res. 2021;65(22):e2100153. doi: 10.1002/mnfr.202100153
  16. Bal-Price A., Brown G.C. Inflammatory neurodegeneration mediated by nitric oxide from activated glia-inhibiting neuronal respiration, causing glutamate release and excitotoxicity. J. Neurosci. 2001;21(17):6480–6491. doi: 10.1523/JNEUROSCI.21-17-06480.2001
  17. Ghasemi M., Mayasi Y., Hannoun A. et al. Nitric oxide and mitochondrial function in neurological diseases. Neuroscience. 2018;376:48–71. doi: 10.1016/j.neuroscience.2018.02.017
  18. Singh S., Zhuo M., Gorgun F.M., Englander E.W. Overexpressed neuroglobin raises threshold for nitric oxide-induced impairment of mitochondrial respiratory activities and stress signaling in primary cortical neurons. Nitric Oxide. 2013;32:21–28. doi: 10.1016/j.niox.2013.03.008
  19. Brunori M., Giuffrè A., Forte E. et al. Control of cytochrome c oxidase activity by nitric oxide. Biochim. Biophys. Acta. 2004;1655(1–3):365–371. doi: 10.1016/j.bbabio.2003.06.008
  20. Mason M.G., Nicholls P., Wilson M.T., Cooper C.E. Nitric oxide inhibition of respiration involves both competitive (heme) and noncompetitive (copper) binding to cytochrome c oxidase. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2006;103(3):708–713. doi: 10.1073/pnas.0506562103
  21. Torres J., Wilson M.T. The reactions of copper proteins with nitric oxide. Biochim. Biophys. Acta. 1999;1411(2–3):310–322. doi: 10.1016/s0005-2728(99)00022-5
  22. Larsen F.J., Schiffer T.A., Weitzberg E., Lundberg J.O. Regulation of mitochondrial function and energetics by reactive nitrogen oxides. Free Radic. Biol. Med. 2012;53(10):1919–1928. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2012.08.580
  23. Tsvetkov P., Coy S., Petrova B. et al. Copper induces cell death by targeting lipoylated TCA cycle proteins. Science. 2022;375(6586):1254–1261. doi: 10.1126/science.abf0529
  24. Rubio-Osornio M., Orozco-Ibarra M., Díaz-Ruiz A. et al. Copper sulfate pretreatment prevents mitochondrial electron transport chain damage and apoptosis against MPP+-induced neurotoxicity. Chem. Biol. Interact. 2017;271:1–8. doi: 10.1016/j.cbi.2017.04.016
  25. Islas-Cortez M., Rios C., Rubio-Osornio M. et al. Characterization of the antiapoptotic effect of copper sulfate on striatal and midbrain damage induced by MPP+ in rats. Neurotoxicology. 2021;82:18–25. doi: 10.1016/j.neuro.2020.10.011
  26. Alcaraz-Zubeldia M., Boll-Woehrlen M.C., Montes-López S. et al. Copper sulfate prevents tyrosine hydroxylase reduced activity and motor deficits in a Parkinson's disease model in mice. Rev. Invest. Clin. 2009;61(5):405–411.
  27. Varhaug K.N., Kråkenes T., Alme M.N. et al. Mitochondrial complex IV is lost in neurons in the cuprizone mouse model. Mitochondrion. 2020;50:58–62. doi: 10.1016/j.mito.2019.09.003
  28. Shiri E., Pasbakhsh P., Borhani-Haghighi M. et al. Mesenchymal stem cells ameliorate cuprizone-induced demyelination by targeting oxidative stress and mitochondrial dysfunction. Cell. Mol. Neurobiol. 2021;41(7):1467–1481. doi: 10.1007/s10571-020-00910-6

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Влияние различных концентраций ионов меди на выживаемость культивированных зернистых нейронов мозжечка крыс.

Скачать (14KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Ионы меди снижают токсическое действие ЛПС на культивированные зернистые нейроны мозжечка крыс.

Скачать (40KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Ионы меди снижают токсическое действие NaN3 (чёрные столбики) на культивированные зернистые нейроны мозжечка крыс.

Скачать (36KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Количество нитритов (NO) в среде культивирования зернистых нейронов мозжечка крыс.

Скачать (16KB)
Метаданные

© Стельмашук Е.В., Александрова О.П., Генрихс Е.Е., Верма Е., Салмина А.Б., Исаев Н.К., 2023

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77-83204 от 12.05.2022.


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах