Annals of Clinical and Experimental NeurologyAnnals of Clinical and Experimental NeurologyАнналы клинической и экспериментальной неврологии2075-54732409-2533Eco-Vector97810.54101/ACEN.2023.4.5Original articlesОригинальные статьиResearch ArticleLong-term Intracerebroventricular Administration of Ouabain Causes Motor Impairments in C57Bl/6 MiceХроническое внутрижелудочковое введение уабаина вызывает моторные нарушения у мышей линии C57Bl/6https://orcid.org/0000-0002-0546-8767TimoshinaYulia A.ТимошинаЮлия Анатольевна
Russian Federation

Postgraduate Student, Department of Higher Nervous Activity, Faculty of Biology, Lomonosov Moscow State University; Junior Researcher, Laboratory of Experimental and Translational Neurochemistry, Brain Science Institute, Research Center of Neurology

аспирант, кафедра высшей нервной деятельности биологического факультета ФГБОУ ВО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова»; м.н.с. лаб. экспериментальной и трансляционной нейрохимии Института мозга ФГБНУ «Научный центр неврологии»

july.timoschina@yandex.ruhttps://orcid.org/0000-0002-2194-6749KazanskayaRogneda B.КазанскаяРогнеда Борисовна
Russian Federation

Postgraduate Student, Faculty of Biology, Saint Petersburg State University; Research Laboratory Assistant, Laboratory of Experimental and Translational Neurochemistry, Brain Science Institute, Research Center of Neurology

аспирант биологического факультета ФГБОУ ВО «Санкт-Петербургский государственный университет»; лаборант-исследователь лаборатории экспериментальной и трансляционной нейрохимии Института мозга ФГБНУ «Научный центр неврологии»

st059046@student.spbu.ruhttps://orcid.org/0009-0000-6576-3373ZavialovVladislav A.ЗавьяловВладислав Андреевич
Russian Federation

Graduate Student, Laboratory Assistant, Laboratory of Neurobiology and Molecular Pharmacology, Institute of Translational Biomedicine

аспирант, лаборант лаборатории нейробиологии и молекулярной фармакологии Института трансляционной биомедицины

vladislavletsgo@outlook.comhttps://orcid.org/0000-0003-0724-887XVolnovaAnna B.ВольноваАнна Борисовна
Russian Federation

D. Sci. (Biol.), Senior Researcher, Department of General Physiology, Biolodical Department

д.б.н., с.н.с. каф. общей физиологии биологического факультета

a.volnova@spbu.ruhttps://orcid.org/0000-0003-2729-4013LatanovAlexander V.ЛатановАлександр Васильевич
Russian Federation

D. Sci. (Biol.), Prof., Head, Department of Higher Nervous Activity, Faculty of Biology

д.б.н., проф., зав. каф. высшей нервной деятельности биологического факультета

latanov@neurobiology.ruhttps://orcid.org/0000-0002-0483-1640FedorovaTatiana N.ФедороваТатьяна Николаевна
Russian Federation

D. Sci. (Biol.), Head, Laboratory of Experimental and Translational Neurochemistry, Brain Science Institute

д.б.н., г.н.с., зав. лаб. экспериментальной и трансляционной нейрохимии Института мозга

tnf51@bk.ruhttps://orcid.org/0000-0003-2951-6038GainetdinovRaul R.ГайнетдиновРауль Радикович
Russian Federation

Cand. Sci. (Med.), Head, Laboratory of Neurobiology and Molecular Pharmacology, Scientific Director, Clinic of High Medical Technologies named after N.I. Pirogov, Director, Institute of Translational Biomedicine

к.м.н., зав. лаб. нейробиологии и молекулярной фармакологии, научный руководитель Клиники высоких медицинских технологий им. Н.И. Пирогова, директор Института трансляционной биомедицины

gainetdinov.raul@gmail.comhttps://orcid.org/0000-0002-5688-3899LopachevAlexander V.ЛопачевАлександр Васильевич
Russian Federation

Cand. Sci. (Biol.), Researcher, Laboratory of Experimental and Translational Neurochemistry, Brain Science Institute, Research Center of Neurology; Researcher, Laboratory of Neurobiology and Molecular Pharmacology, Saint Petersburg State University

к.б.н., н.с., лаб. экспериментальной и трансляционной нейрохимии Института мозга ФГБНУ «Научный центр неврологии»; н.с. лаб. нейробиологии и молекулярной фармакологии, ФГБОУ ВО «Санкт-Петербургский государственный университет»

lopachev@neurology.ruLomonosov Moscow State UniversityФГБОУ ВО «Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова»Research Center of NeurologyФГБНУ «Научный центр неврологии»Saint Petersburg State UniversityФГБОУ ВО «Санкт-Петербургский государственный университет»2512202317440511704202301062023Copyright ©; 2023, Timoshina Y.A., Kazanskaya R.B., Zavialov V.A., Volnova A.B., Latanov A.V., Fedorova T.N., Gainetdinov R.R., Lopachev A.V.Copyright ©; 2023, Тимошина Ю.А., Казанская Р.Б., Завьялов В.А., Вольнова А.Б., Латанов А.В., Федорова Т.Н., Гайнетдинов Р.Р., Лопачев А.В.2023Timoshina Y.A., Kazanskaya R.B., Zavialov V.A., Volnova A.B., Latanov A.V., Fedorova T.N., Gainetdinov R.R., Lopachev A.V.Тимошина Ю.А., Казанская Р.Б., Завьялов В.А., Вольнова А.Б., Латанов А.В., Федорова Т.Н., Гайнетдинов Р.Р., Лопачев А.В.https://creativecommons.org/licenses/by/4.0https://annaly-nevrologii.com/pathID/article/view/978

Introduction. Cardiac glycosides are natural ligands of Na+/K+-ATPase, which regulate its activity and signaling. Intracerebroventricular administration of ouabain has been previously shown to induce hyperlocomotion in C57Bl/6 mice via a decrease in the rate of dopamine reuptake from the synaptic cleft.

Materials and methods. This study involved forty C57BL/6 mice. 1.5 μL of 50 μM ouabain was administered daily into the left lateral cerebral ventricle over the course of 4 days. On day 5, open field, beam balance, and ladder rung walking tests were performed to assess the locomotor activity and motor impairments in the mice. We evaluated changes in the activation of signaling cascades, ratios of proapoptotic and antiapoptotic proteins, and the amount of α1 and α3 isoforms of the Na+/K+-ATPase α-subunit in brain tissue using Western blotting. Na+/K+-ATPase activity was evaluated in the crude synaptosomal fractions of the brain tissues.

Results. We observed hyperlocomotion and stereotypic behavior during the open field test 24 hours after the last injection of ouabain. On day 5, the completion time and the number of errors made in the beam balance and ladder rung walking tests increased in the mice that received ouabain. Akt kinase activity decreased in the striatum, whereas the ratio of proapoptotic and antiapoptotic proteins and the number of Na+/K+-ATPase α-subunits did not change. Na+/K+-ATPase activity increased in the striatum and decreased in the brainstem.

Conclusions. Long-term exposure to ouabain causes motor impairments mediated by changes in the activation of signaling cascades in dopaminergic neurons.

Введение. Кардиотонические стероиды являются природными лигандами Na+,K+-АТФазы, которые регулируют её активность и сигнальную функцию. Ранее было показано, что уабаин при однократном внутрижелудочковом введении вызывает гиперлокомоцию у мышей линии C57Bl/6 вследствие уменьшения скорости обратного захвата дофамина из синаптической щели.

Материалы и методы. В исследовании были использованы 40 мышей линии C57Bl/6. На протяжении 4 дней животным ежедневно вводили 1,5 мкл 50 мкМ уабаина в латеральный желудочек головного мозга. На 5-й день производили оценку локомоторной активности и моторных нарушений при помощи тестов «открытое поле», «удержание на планке» и «лесенка с перекладинами». В тканях мозга оценивали изменение активации сигнальных каскадов, соотношения про- и антиапоптотических белков, а также количества α1- и α3-изоформ α-субъединицы Na+,K+-АТФазы при помощи иммуноблоттинга. Активность Na+,K+-АТФазы оценивали в грубой синаптосомальной фракции тканей мозга.

Результаты. Через 24 ч после последнего введения уабаина у мышей наблюдались гиперлокомоция и стереотипность движений в тесте «открытое поле». У мышей, получавших уабаин, на 5-й день эксперимента увеличивалось время прохождения и количество ошибок в тестах «лесенка с перекладинами» и «удержание на планке». В стриатуме мышей активность киназы Akt снижалась, соотношение про- и антиапоптотических белков не менялось, как и количество α-субъединиц Na+,K+-АТФазы. Активность Na+,K+-АТФазы увеличивалась в стриатуме и уменьшалась в стволе головного мозга.

Выводы. Продолжительное воздействие уабаина вызывает моторные нарушения, опосредованные изменениями активации сигнальных каскадов в нейронах дофаминергической системы.

Na+/K+-ATPaseouabaincardiac glycosidesdopaminergic systemNa+,K+-АТФазауабаинкардиотонические стероидыдофаминергическая системаРНФRussian Science Foundation22-75-10131СПбГУSaint Petersburg State University94030300Ogawa H., Shinoda T., Cornelius F., Toyoshima C. Crystal structure of the sodium-potassium pump (Na+,K+-ATPase) with bound potassium and ouabain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009;106:13742–13747. doi: 10.1073/pnas.0907054106Лопачев А.В., Лопачева О.М., Никифорова К.А. и др. Сравнительное действие кардиотонических стероидов на внутриклеточные процессы в корковых нейронах крыс. Биохимия. 2018;83:140–151. Lopachev A.V., Lopacheva O.M., Nikiforova K.A. Comparative action of cardiotonic steroids on intracellular processes in rat cortical neurons. Biochemistry. 2018;83:140–151. DOI: 10.1134/S0006297918020062Тверской А.М., Сидоренко С.В., Климанова Е.А. и др. Влияние уабаина на пролиферацию эндотелиальных клеток человека коррелирует с активностью Na+,K+-АТФазы и внутриклеточным соотношением Na+ и K+. Биохимия. 2016;81:876–883. Tverskoi A.M., Sidorenko S.V., Klimanova E.A. et al. Effects of ouabain on proliferation of human endothelial cells correlate with Na+,K+-ATPase activity and intracellular ratio of Na+ and K. Biochemistry. 2016;81:876–883. DOI: 10.1134/S0006297916080083Song H., Karashima E., Hamlyn J.M., Blaustein M.P. Ouabain-digoxin antagonism in rat arteries and neurones. J. Physiol. 2014;592:941–969. doi: 10.1113/jphysicalol.2013.266866Lingrel J.B., Argüello J.M., Van Huysse J., Kuntzweiler T.A. Cation and cardiac glycoside binding sites of the Na,K-ATPase. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1997;834:194–206. DOI: 10.1111/j.1749-6632.1997.tb52251.xMcGrail K.M., Phillips J.M., Sweadner K.J. Immunofluorescent localization of three Na,K-ATPase isozymes in the rat central nervous system: both neurons and glia can express more than one Na,K-ATPase. J. Neurosci. 1991;11:381–391. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.11-02-00381.1991Лопачев А.В., Лопачева О.М., Осипова Е.А. и др. Индуцированные уабаином изменения фосфорилирования MAP-киназы в первичной культуре клеток мозжечка крыс. Биохимическая функция клетки. 2016;34:367–377. Lopachev A.V., Lopacheva O.M., Osipova E.A. et al. Ouabain-induced changes in MAP kinase phosphorylation in primary culture of rat cerebellar cells. Cell Biochem. Funct. 2016;34: 367–377. DOI: 10.1002/cbf.3199Антонов С.М., Кривой И.И., Драбкина Т.М. и др. Нейропротекторный эффект экспрессии уабаина и пептида Bcl-2 при гиперактивации NMDA-рецепторов в нейронах коры головного мозга крыс in vitro. Доклады биологических наук. 2009;426:207–209. Antonov S.M., Krivoi I.I., Drabkina T.M. DOI: 10.1134/s0012496609030041Sibarov D.A., Bolshakov A.E., Abushik P.A. et al. Na+,K+-ATPase functionally interacts with the plasma membrane Na+,Ca2+ exchanger to prevent Ca2+ overload and neuronal apoptosis in excitotoxic stress. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2012;343(3):596–607. DOI: 10.1124/jpet.112.198341Kapelios C.J., Lund L.H., Benson L. et al. Digoxin use in contemporary heart failure with reduced ejection fraction: an analysis from the Swedish Heart Failure Registry. Eur. Heart J. Cardiovasc. Pharmacother. 2022;8:756–767. doi: 10.1093/ehjcvp/pvab079Bagrov A.Y., Shapiro J.I., Fedorova O.V. Endogenous cardiotonic steroids: physiology, pharmacology, and novel therapeutic targets. Pharmacol. Rev. 2009;61:9–38. DOI: 10.1124/pr.108.000711el-Mallakh R.S., Hedges S., Casey D. Digoxin encephalopathy presenting as mood disturbance. J. Clin. Psychopharmacol. 1995;15:82–83. doi: 10.1097/00004714-199502000-00013Piemonti L., Monti P., Allavena P. et al. Glucocorticoids affect human dendritic cell differentiation and maturation. J. Immunol. 1999;162:6473–6481.el-Mallakh R.S., Harrison L.T., Li R.Valvassori S.S., Dal-Pont G.C., Resende W.R. et al. Validation of the animal model of bipolar disorder induced by Ouabain: face, construct and predictive perspectives. Transl. Psychiatry. 2019;9:158. DOI: 10.1038/s41398-019-0494-6Lopachev A., Volnova A., Evdokimenko A. et al. Intracerebroventricular injection of ouabain causes mania-like behavior in mice through D2 receptor activation. Sci. Rep. 2019;9:15627. DOI: 10.1038/s41598-019-52058-zKurup R.K., Kurup P.A. Hypothalamic digoxin-mediated model for Parkinson’s disease. Int. J. Neurosci. 2003;113:515–536. doi: 10.1080/00207450390162263Sun Y., Dong Z., Khodabakhsh H.Lichtstein D., Ilani A., Rosen H. et al. Na , K -ATPase signaling and bipolar disorder. Int. J. Mol. Sci. 2018;19(8):2314. DOI: 10.3390/ijms19082314Kulich S.M., Chu C.T. Sustained extracellular signal-regulated kinase activation by 6-hydroxydopamine: implications for Parkinson’s disease. J. Neurochem. 2001;77(4):1058–1066. DOI: 10.1046/j.1471-4159.2001.00304.xFu J.F., Klyuzhin I., McKenzie J. et al. Joint pattern analysis applied to PET DAT and VMAT2 imaging reveals new insights into Parkinson’s disease induced presynaptic alterations. Neuroimage Clin. 2019;23:101856. doi: 10.1016/j.nicl.2019.101856Gustafsson H., Nordström A., Nordström P. Depression and subsequent risk of Parkinson disease: A nationwide cohort study. Neurology. 2015;84:2422–2429. DOI: 10.1212/WNL.0000000000001684Huang M.H., Cheng C.M., Huang K.L. et al. Bipolar disorder and risk of Parkinson disease: A nationwide longitudinal study. Neurology. 2019;92:e2735–e2742. DOI: 10.1212/WNL.0000000000007649Faustino P.R., Duarte G.S., Chendo I. et al. Risk of developing Parkinson disease in bipolar disorder: a systematic review and meta-analysis. JAMA Neurol. 2020;77:192–198. doi: 10.1001/jamaneurol.2019.3446Fan H.C., Chang Y.K., Tsai J.D. et al. The association between Parkinson’s disease and attention-deficit hyperactivity disorder. Cell Transplant. 2020;29:963689720947416. DOI: 10.1177/0963689720947416Mulvihill K.G. Presynaptic regulation of dopamine release: role of the DAT and VMAT2 transporters. Neurochem. Int. 2019;122:94–105. doi: 10.1016/j.neuint.2018.11.004Goldstein D.S., Sullivan P., Holmes C. et al. Determinants of buildup of the toxic dopamine metabolite DOPAL in Parkinson’s disease. J. Neurochem. 2013;126:591–603. DOI: 10.1111/jnc.12345Sbodio J.I., Snyder S.H., Paul B.D. Redox mechanisms in neurodegeneration: from disease outcomes to therapeutic opportunities. Antioxid. Redox Signal. 2019;30:1450–1499. DOI: 10.1089/ars.2017.7321Ng J., Zhen J., Meyer E. et al. Dopamine transporter deficiency syndrome: phenotypic spectrum from infancy to adulthood. Brain. 2014;137:1107–1119. DOI: 10.1093/brain/awu022Jennings D., Siderowf A., Stern M. et al. Conversion to Parkinson disease in the PARS hyposmic and dopamine transporter-deficit prodromal cohort. JAMA Neurol. 2017;74:933–940. DOI: 10.1001/jamaneurol.2017.0985Pregeljc D., Teodorescu-Perijoc D., Vianello R. et al. How important is the use of cocaine and amphetamines in the development of Parkinson disease? A computational study. Neurotox. Res. 2020;37:724–731. doi: 10.1007/s12640-019-00149-0Ferreira C., Almeida C., Tenreiro S., Quintas A. Neuroprotection or neurotoxicity of illicit drugs on Parkinson’s disease. Life. 2020;10(6):86. doi: 10.3390/life10060086Kazanskaya R.B., Lopachev A.V., Fedorova T.N. . A low-cost and customizable alternative for commercial implantable cannula for intracerebral administration in mice. HardwareX. 2020;8:e00120. doi:Beaulieu J.M., Gainetdinov R.R. The physiology, signaling, and pharmacology of dopamine receptors. Pharmacol. Rev. 2011;63:182–217. doi: 10.1124/pr.110.002642Akkuratov E.E., Lopacheva O.M., Kruusmägi M. et al. Functional interaction between Na/K-ATPase and NMDA receptor in cerebellar neurons. Mol. Neurobiol. 2015;52:1726–1734. doi: 10.1007/s12035-014-8975-3Metz G.A., Whishaw I.Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. J. Vis. Exp. 2009;(28):1204. DOI: 10.3791/1204Prasad E.M., Hung S.Y. Behavioral tests in neurotoxin-induced animal models of Parkinson’s disease. Antioxid. Redox Signal. 2020;9:1007. doi: 10.3390/antiox9101007Young J.W., Henry B.L., Geyer M.A. Predictive animal models of mania: hits, misses and future directions. Br. J. Pharmacol. 2011;164:1263–1284. doi: 10.1111/j.1476-5381.2011.01318.xWang J., Velotta J.B., McDonough A.A., Farley R.A. All human Na+-K+-ATPase alpha-subunit isoforms have a similar affinity for cardiac glycosides. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2001;281:C1336–C1343. doi: 10.1152/ajpcell.2001.281.4.C1336Gable M.E., Ellis L., Fedorova O.V. . Comparison of digitalis sensitivities of NaKulich S.M., Chu C.T. Sustained extracellular signal-regulated kinase activation by 6-hydroxydopamine: implications for Parkinson’s disease. J. Neurochem. 2001;77:1058–1066. doi: 10.1046/j.1471-4159.2001.00304.xZhao M.G., Toyoda H., Lee Y.S. et al. Roles of NMDA NR2B subtype receptor in prefrontal long-term potentiation and contextual fear memory. Neuron. 2005;47:859–872. DOI: 10.1016/j.neuron.2005.08.014Monaco S.A., Gulchina Y., Gao W.J. NR2B subunit in the prefrontal cortex: a double-edged sword for working memory function and psychiatric disorders. Neurosci. Biobehav. Rev. 2015;56:127–138. doi: 10.1016/j.neubiorev.2015.06.022