Morphological Changes in Neural Progenitors Derived from Human Induced Pluripotent Stem Cells and Transplanted into the Striatum of a Parkinson's Disease Rat Model

Full Text

Введение

Индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (ИПСК) человека могут быть дифференцированы в клетки-предшественники нейронов, что открывает многообещающие перспективы для заместительной клеточной терапии и моделирования нейродегенеративных заболеваний человека [1–4], в том числе болезни Паркинсона (БП). Поскольку реконструкция повреждённого нигростриатного пути при БП и реиннервация стриатума в зрелом мозге трудно осуществимы [5], основным экспериментальным подходом для разработки клеточной терапии БП, оценки выживаемости и функциональной состоятельности трансплантированных клеток остаётся их введение непосредственно в стриатум. В то же время направленная дифференцировка нейральных стволовых клеток, полученных из ИПСК человека, в нейроны с заданным фенотипом (например, дофаминергические нейроны среднего мозга) требует разработки комплексных протоколов [6–9]. Этапы дифференцировки и созревания дофаминовых (ДА) нейронов среднего мозга из ИПСК включают ингибирование сигнальных путей, определяющих дифференцировку клеток в сторону передней части нервной трубки, и использование нейротрофических факторов, ответственных за развитие нейронов среднего мозга [7]. Для повышения эффективности дифференцировки используются факторы BDNF, GDNF, TGF3b и др. Вариации во времени воздействия, различные сочетания и соотношение факторов значительно влияют на эффективность дифференцировки и количество получаемых ДА-нейронов [7, 8]. Эффективная трансплантация возможна только для нейрональных предшественников на разных стадиях созревания, поскольку окончательно дифференцированные нейроны легко повреждаются.

В мозге аллотрансплантат окружен активированными клетками глии хозяина, выработка которыми провоспалительных цитокинов и прочих факторов влияет на процесс дифференцировки и созревания нервных клеток [10, 11]. Имеются также свидетельства о наличии в мозге грызунов реактивного нейрогенеза, протекающего в условиях повреждения, и его отличиях от канонического нейрогенеза, ограниченного нейрогенными нишами [12]. Очевидно, что динамика созревания и интеграции трансплантата зависит от стадии дифференцировки трансплантированных клеток и влияния микроокружения [13–15], но эти процессы остаются недостаточно изученными.

Цель настоящего исследования — охарактеризовать созревание нейронов, полученных из ИПСК человека, при их интеграции в стриатум крыс после интранигрального введения 6-гидроксидофамина (6-OHDA).

Материалы и методы

Получение клеточных культур

Нейроны были дифференцированы из ИПСК, полученных из фибробластов кожи здорового донора. Использованная линия ИПСК IPSRG4S охарактеризована согласно общепринятым стандартам [16].

Составы сред для дифференцировки и культивирования

Использованный в настоящем исследовании протокол дифференцировки ИПСК подробно описан ранее [17]. Среда для нейрональной дифференцировки ИПСК: DMEM/F12, 2% заменителя сыворотки, 1% N2 добавка, 1мМ глутамин, 50 ед/мл пенициллин-стрептомицин, 80 нг/мл Noggin, 10 мкМ SB431542, 2 мкМ дорсоморфин. Среда для культивирования нейрональных предшественников: DMEM/F12, 2% B27 добавка, 1 мМ глутамин, 50 ЕД/мл пенициллин-стрептомицин, 100 нг/мл Shh, 100 нг/мл FGF8 и 2 мкМ пурморфамина. Среда для созревания нейронов: DMEM/F12, 2% B27 добавка, 1 мМ глутамин, 50 ЕД/мл пенициллин-стрептомицин, 20 нг/мл BDNF, 20 нг/мл GDNF, 200 мкМ аскорбиновая кислота и 5 мкМ форсколина.

Животные

Эксперименты проводили с соблюдением биоэтических норм. В работе было использовано 60 самцов крыс Вистар (3,5 мес, масса тела 300–350 г), полученных из питомника ФГБУН НЦБМТ ФМБА России филиал «Столбовая». В иммуноморфологическом исследовании были использованы образцы мозга 16 животных.

Манипуляции с животными проводили в соответствии с требованиями European Convention for the Protection of Vertebral Animals Used for Experimental and Other Scientific Purposes (CETS No. 170), Приказом МЗ РФ № 119Н от 01.04.2016 Об утверждении Правил лабораторной практики», а также руководствуясь «Правилами работы с лабораторными грызунами и кроликами» (ГОСТ 33216-2014). Животные содержались в стандартных условиях вивария с неограниченным доступом к пище и воде при 12-часовом световом режиме. Эксперимент начинали после 10-дневной адаптации животных к условиям вивария.

Хирургические процедуры

Для проведения стереотаксических операций животных помещали на раму лабораторного стереотаксиса («Stoelting Co.»), скальп надрезали и с помощью портативной бормашины просверливали в черепе трепанационные отверстия для доступа к определённым структурам мозга в соответствии с координатами атласа мозга крыс [18]. При размещении животных в стереотаксисе между животным и рабочей поверхностью помещали ватно-марлевый матрас, чтобы избежать переохлаждения во время и после операции. Для анестезии применяли золетил-100 в дозе 30 мг/кг и ксиланит в дозе 3 мг/кг внутримышечно, для премедикации использовали атропин в дозе 0,04 мг/кг подкожно за 10-15 мин до введения ксиланита.

Для получения модели паркинсонического синдрома животным (n = 50) в компактную часть чёрной субстанции справа вводили селективный для дофаминергических нейронов токсин — 6-OHDA в дозе 12 мкг в 3 мкл 0,05% раствора аскорбиновой кислоты по следующим координатам: АР = –4,8; L = 2,2; V = 8,0. В чёрную субстанцию слева вводили растворитель в том же объёме. Ложнооперированным (контрольным) животным (n = 10) вводили растворитель билатерально в том же объёме.

Через 25 дней после введения 6-OHDA части животных (n = 34) была проведена нейротрансплантация нейрональных предшественников или фибробластов (группы «6-OHDA + нейроны» и «6-OHDA + фибробласты» соответственно) в хвостатые ядра мозга, остальным животным с введением 6-OHDA (n = 16) вводили физиологический раствор (группа «6-OHDA + NaCl») в ту же структуру. Трансплантацию проводили по следующим координатам: AP = 1,08; L = 2,4; V = 4,5. Животные были анестезированы по схеме, описанной выше.

Трансплантацию клеток осуществляли унилатерально, на стороне повреждения. В хвостатые ядра через микрошприц Гамильтона вводили суспензию, содержащую 3 × 10⁵ кле-ток в 10 мкл физиологического раствора, с постоянной скоростью в течение 5 мин. После инъекции микрошприц оставляли на месте в течение ещё 1 мин, затем медленно извлекали. В хвостатые ядра слева вводили физиологический раствор в том же объёме. За 1 день до операции по трансплантации клеток и далее ежедневно в течение всего эксперимента животные получали циклоспорин в дозе 12 мг/кг.

Ложнооперированным животным (без введения 6-OHDA, группа «контроль»; n = 10) в хвостатые ядра мозга вводили билатерально физиологический раствор в том же объёме.

Поведение животных

Поведенческие эффекты токсического воздействия и введения суспензии клеток оценивали по изменению двигательной активности экспериментальных крыс в тесте «открытое поле» (ОП). Установка ОП представляла собой короб 97 × 97 × 40 см из жёсткого ПВХ («Открытая наука»), продолжительность теста — 3 мин. Регистрацию поведения крыс и последующий анализ данных проводили с помощью системы видеонаблюдения «Any-Maze» («Stoelting Inc.») с программным обеспечением.

Иммуногистохимический анализ

Для морфологической оценки состояния трансплантата животных выводили из эксперимента через 2 и 4 нед, 3 и 6 мес после введения клеток. Животных декапитировали гильотиной, мозг извлекали и фиксировали 24 ч в 10% формалине. Фронтальные срезы толщиной 10 мкм готовили с помощью криостата «Tissue Tek Sakura». Перед нанесением антител срезы нагревали в пароварке в течение 15 мин в цитратном буфере при pH 6,0, после остывания промывали фосфатным cолевым буфером (0,01 M, pH 7,2) и инкубировали с первичными антителами кролика или мыши (таблица) во влажной камере в течение 18 ч при комнатной температуре. Для выявления связывания первичных антител использовали антитела козы или осла против иммуноглобулинов кролика или мыши, меченные флуорохромами «Atto 488» или «Atto 555» («Invitrogen»). Срезы докрашивали DAPI.

 

Антитела, использованные для оценки морфологических изменений в трансплантате / Antibodies used to assess morphological changes in the graft

Клеточная популяция Cell population	Выявляемый белок Detected protein	Видоспецифичность антител: Hm — человек, Rt — крыса Species specificity of the antibodies: Hm stands for human, Rt stands for rat
Все клетки трансплантата All graft cells	Ядерный антиген человека (HNA) Human nuclear antigen (HNA)	Hm
	Белок наружной мембраны митохондрий (MTC) Outer mitochondrial membrane protein (MTC)	Hm
Нейрональные предшественники Neural progenitors	Нестин (Nes) Nestin (Nes)	Hm, Rt
	Даблкортин (DCX) Doublecortin (DCX)	Hm, Rt
	Фактор транскрипции Sox9 Transcription factor Sox9	Hm, Rt
Зрелые нейроны Mature neurons	Нейрональная енолаза (NSE) Neuron-specific enolase (NSE)	Hm
	Ядерный белок нейронов (NeuN) Neuronal nuclei protein (NeuN)	Hm, Rt
	Убиквитин С-терминальная гидролаза (PGP9.5) Protein gene product 9.5 (PGP9.5)	Hm, Rt
	Синаптофизин (SYP) Synaptophysin (SYP)	Hm, Rt
	Тирозингидроксилаза (TH) Tyrosine hydroxylase (TH)	Hm, Rt
Астроглия Astroglia	Фактор транскрипции Sox9 Transcription factor Sox9	Hm, Rt
	Глиофибриллярный белок (GFAP) Glial fibrillary acidic protein (GFAP)	Rt
	10-Формилтетрагидрофолат дегидрогеназа (ALDH1L1) 10-Formyltetrahydrofolate dehydrogenase (ALDH1L1)	Hm, Rt
Микроглия Microglia	Воспалительный фактор аллографта (IBA1) Ionized calcium-binding adapter molecule 1 (IBA1)	Rt

 

Морфометрия

Для исследования использовали флуоресцентные микроскопы «Nikon Eclipse Ni-u» или «Nikon SMZ-18». Оценивали число клеток в интересующей области или интенсивность флуоресцентного мечения при увеличении объектива ×20 не менее чем на 5 срезах от одного животного, взятых в области трансплантата с шагом не менее 50 мкм. Данные, полученные от каждого животного, усредняли, для сравнения групп применяли дисперсионный анализ ANOVA с апостериорным тестом Тьюки, различия считали статистически значимыми при p < 0,05. Статистическую обработку проводили в программе «GraphPad Prism 7.0».

Результаты и обсуждение

В дорсальной области стриатума на стороне трансплантации и введения нейротоксина 6-OHDA у всех животных обнаруживали резкое снижение окрашивания на TH, свидетельствующее о повреждении чёрной субстанции. Введение 6-OHDA приводило к развитию паркинсонического синдрома, проявляющегося, в частности, в статистически значимом (р = 0,000001) снижении двигательной активности животных (рис. 1). Тестирование в ОП проводили перед процедурой нейротрансплантации (рис. 1, А), а также спустя 3 нед и 3 мес (рис. 1, В).

 

Рис. 1. Оценка двигательной активности крыс в тесте ОП после интранигрального введения 6-OHDA (А) и через 3 нед и 3 мес после трансплантации (В). *p < 0,05 по сравнению с контролем. / Fig. 1. Assessment of rats' locomotor activity in an open field test following intranigral injection of 6-OHDA (A) and 3 weeks and 3 months posttransplant (В). *p < 0.05 compared to the control group.

 

Введение клеточных суспензий существенно не изменило двигательную активность крыс, величина пройденной дистанции сохранялась на исходном уровне (рис. 1). Единственно, тест, проведённый через 3 мес после трансплантации, выявил достоверно меньшую двигательную активность в группе крыс с введением фибробластов (p = 0,0486) по сравнению с группой, получавшей нейрональные предшественники.

Важно отметить, что продолжительность настоящей исследовательской работы составляла более 6 мес, в том числе 20 нед проводилось наблюдение за животными с аллотрансплантатом. Все экспериментальные животные данной группы хорошо перенесли хирургические процедуры и в течение всего срока находились в удовлетворительном состоянии. Регулярные ежедневные осмотры ветеринарным врачом не выявили у этих крыс изменений физиологических отправлений, наличия порфириновых выделений из глаз и носа, поредения шёрстного покрова. Проведённые после декапитации вскрытия тел животных не выявили новообразований.

Морфологическое исследование проводили в группе животных после трансплантации нейрональных предшественников. Для выявления клеток трансплантата были выбраны видоспецифичные антитела к HNA, MTC и NSE человека. Каждый из этих маркеров имеет свои преимущества. Ядерный белок HNA хорошо сочетается при окрашивании с цитоплазматическими и цитоскелетными белками, служащими для типирования трансплантированных клеток. Выявление митохондрий человека (MTC) подходит для оценки миграции и распределения клеток. Окрашивание на NSE позволяет оценить созревание нейронов и выявлять их отростки.

После трансплантации HNA-позитивные клетки располагались плотным тяжем по ходу иглы (рис. 2). Миграции клеток за пределы трансплантата на сроках до 3 мес не выявляли, за исключением единичных эктопических нейронов, а к 6-му месяцу обнаруживали HNA-позитивные астроциты за пределами области трансплантации в стриатуме и мозолистом теле. Средняя плотность HNA-позитивных клеток в поле зрения в области введения значимо снижалась (ANOVA F(2,9) = 10,35; p = 0,0046) в трансплантате к 3-му месяцу (рис. 3). Снижение плотности клеток в трансплантате было связано как с частичной гибелью трансплантированных нейронов, так и с наблюдавшимся увеличением их размеров и разрежением внутренней зоны трансплантата. Через 6 мес после трансплантации плотность HNA-позитивных клеток относительно 3-го месяца не снижалась (составила в среднем 16,72 ± 5,25 на 0,01 мм²).

 

Рис. 2. Выявление ключевых маркерных белков на разных сроках после трансплантации, ×20. А — выявление ранних маркеров нейрональных предшественников Nes и Sox9 в трансплантате (2 нед); B — активация микроглии (IBA1⁺), окружающей клетки трансплантата (2 нед); C — астроциты (GFAP⁺), формирующие глиальный вал вокруг трансплантата (2 нед); D — выявление в трансплантате наряду с SYP маркера нейрональных предшественников DCX (4 нед); E — выявление зрелых нейронов (NeuN⁺) в трансплантате (12 нед); F — прорастание отростков трансплантированных клеток (NSE⁺) в стриатум крысы (12 нед). / Fig. 2. Detection of key protein markers at different posttransplant periods, ×20. А — detection of Nes and Sox9, early neural progenitor markers, in the graft (at 2 weeks); B — activation of microglia (IBA1⁺) surrounding the graft cells (at 2 weeks); C — astrocytes (GFAP⁺) forming a glial scar around the graft (at 2 weeks); D — detection of SYP and DCX, a neural progenitor marker (at 4 weeks); E — detection of mature neurons (NeuN⁺) in the graft (at 12 weeks); F — growth of transplanted cells' projections (NSE⁺) into a rat's striatum (at 12 weeks).

 

Рис. 3. Количественная оценка морфологических изменений в трансплантате через 2–12 нед после введения клеток (изменения интенсивности окрашивания на основные маркерные белки). Данные представлены в виде log2 от кратности изменений (1 по оси ординат — увеличение вдвое). *p < 0,05 по сравнению с 2 нед после трансплантации. / Fig. 3. Quantitative analysis of morphological changes in the graft 2–12 weeks posttransplant (changes in staining intensity of key protein mar- kers). Results are expressed as log2 of the fold change (y-axis' 1 equals a 2-fold increase). *p < 0.05 compared to 2 weeks posttransplant.

 

Через 2 нед в области трансплантата отмечалась выраженная активация микроглии и астроцитов. На ранних сроках после трансплантации область введения клеток была окружена глиальным валом, сформированным IBA1-позитивными клетками активированной микроглии и реактивными астроцитами крысы (рис. 2). Однако реакция микроглии (по интенсивности окрашивания на IBA1) значимо снижалась уже к 4-й неделе (ANOVA F(2,9) = 36,81; p < 0,0001), а к 3-му месяцу в области трансплантата отмечали значимое (ANOVA F(2,9) = 10,4; p = 0,0051) снижение интенсивности окрашивания на GFAP (рис. 3). К 3 мес астроциты формировали отчётливую границу между трансплантатом и структурами стриатума, причём глиальный вал к этому сроку содержал смешанную популяцию астроцитов человека и крысы (рис. 4). Массивного прорастания отростков окружающей астроглии в область трансплантата не отмечали, а инфильтрация трансплантата макрофагами снизилась. В контрольной группе при введении физиологического раствора, как и в стриатуме противоположного полушария оперированных крыс (на стороне введения 0,9% NaCl), наблюдали сходную с наблюдавшейся в области трансплантата динамику изменения микроглии, что говорит о ведущей роли в активации микроглии механической травмы при операции. Что касается экспрессии GFAP и реактивных изменений астроглии, то она была более выражена на поздних сроках в большей степени на стороне трансплантации, по сравнению с контролем, в том числе за счёт включения человеческих астроцитов в сформированный вокруг траснплантата глиальный вал. Более подробно глиальные изменения описаны нами ранее [17].

 

Рис. 4. Трансплантат через 6 мес после введения клеток. А — локализация зрелых нейронов (PGP⁺/MTC⁺) в центральной зоне трансплантата (1) и выявление глиальных клеток человека (PGP^–/MTC⁺) в периферической зоне (2), ×10; В — нейроны человека, содержащие тирозингидроксилазу, в трансплантате (TH⁺/HNA⁺), ×40; С — зрелая астроглия человека в трансплантате (ALDH⁺/HNA⁺), ×20. / Fig. 4. Graft 6 months posttransplant. А — mature neurons (PGP⁺/MTC⁺) in the graft's center (1) and human glial cells (PGP^–/MTC⁺) in the peripheral area (2), ×10; В — human tyrosine hydroxylase-containing neurons in the graft (TH⁺/HNA⁺), ×40; С — mature human astroglia in the graft (ALDH⁺/HNA⁺), ×20.

 

На ранних сроках (2, 4 нед) в трансплантате выявляли клетки, содержащие DCX и Nes. Отмечали высокую плотность Sox9-позитивных клеток (рис. 2). К 3-му месяцу интенсивность окрашивания на DCX в трансплантате значимо (ANOVA F(2,9) = 57,68; p < 0,0001) снижалась (рис. 3). Следует принимать во внимание, что Nes, а по некоторым данным и DCX, традиционно используемые как маркеры клеток нейрогенной ниши, могут экспрессироваться активированными астроцитами в патологических условиях — при воспалении или ишемии [19, 20]. Транскрипционный фактор Sox9 экспрессировался и за пределами трансплантата, что согласуется с данными литературы о его экспрессии не только в клетках нейрогенной ниши, но и в зрелых астроцитах [21]. В свою очередь клетки, имеющие нейрогенный потенциал, могут экспрессировать традиционные астроцитарные маркеры GFAP и ALDH1L1. Таким образом, для оценки судьбы трансплантированных клеток необходимо долгосрочное исследование трансплантата, поскольку изменения экспрессии белков нейрональных предшественников на ранних сроках могут отражать провоспалительные изменения.

По мере созревания нейронов возрастала (ANOVA F(2,9) = 164,3; p < 0,0001) экспрессия NSE (рис. 2, 3). Начиная с 4-й недели после трансплантации отростки нейронов трансплантата были, как правило, ориентированы вдоль трека иглы. Отмечали увеличение размеров трансплантированных нейронов, и к 3-му и 6-му месяцам в мозолистом теле обнаруживали длинные NSE-позитивные отростки, направленные латерально, по ходу волокон мозолистого тела. Хотя NSE служит маркером развития нейронов трансплантата, следует учесть, что в отдельных работах показана её экспрессия [22] в олигодендроглии и глиальных новообразованиях, что требует сочетания с другими маркерами. Созревание нейронов сопровождалось увеличением экспрессии SYP, белка синаптических везикул, связанного с формированием синапсов и синаптической активностью нейронов [23]. На 2-й неделе после трансплантации окрашивание на SYP в трансплантате практически отсутствовало, но уже к 4 нед значимо возрастало и продолжало увеличиваться (ANOVA F(2,9) = 6,03; p < 0,022) до 3-го месяца после трансплантации (рис. 2, 3), что может отражать как созревание нейронов трансплантата, так и вероятное формирование их контактов с нейронами стриатума крысы.

На материале, полученном через 3 и 6 мес после трансплантации, оценивали локализацию некоторых белков зрелых нейронов — PGP 9.5, NeuN и маркера дофаминовых нейронов — TH (рис. 2, 4). Как NeuN, так и PGP 9.5 выявляли в большинстве клеток трансплантата, причём окрашивание на PGP 9.5 было более интенсивным, чем в нейронах стриатума крысы. Часть клеток не экспрессировала нейрональных маркеров даже на поздних сроках после трансплантации. На поздних сроках (3 и 6 мес) глиальный вал вокруг трансплантата становился более разреженным, и к 3 мес HNA-позитивные, содержащие ALDH1L1 астроциты человека формировали периферическую область трансплантата (рис. 4), а к 6 мес обнаруживались и за его пределами.

Уже к 3-му месяцу в трансплантате обнаруживали ТН-позитивные (ДА) нейроны с развитыми отростками, имевшие крупное ядро и сому, часто расположенные группами. Доля TH-позитивных нейронов в трансплантате в среднем составила 3,0 ± 1,5% к 6-му месяцу. Стоит отметить, что уровень экспрессии TH может сильно варьировать в зависимости от функционального состояния нейронов [24], и, вероятно, по мере формирования связей между трансплантатом и нейронами стриатума крысы может наблюдаться рост числа выявляемых ДА-нейронов, содержащих тирозингидроксилазу.

Заключение

Проведённая работа показала, что, хотя после трансплантации плотность нейронов в трансплантате снижалась, наряду с этим происходило их созревание и развитие нейритов. Острая глиальная реакция в ответ на трансплантацию снижалась уже к четвертой неделе. Трансплантированные нейроны до 6 мес оставались в области введения и направляли свои отростки преимущественно по ходу трека иглы. Помимо этого, трансплантированные клетки дали начало популяции астроцитов, которые участвовали в формировании окружения нейронов. Снижение окрашивания на DCX и Nes, увеличение экспрессии маркерных белков зрелых нейронов (NSE, NeuN, PGP9.5) отражало функциональное созревание нейронов трансплантата, выявленное в нашем эксперименте к 3-му месяцу. Через 3 и 6 мес отмечали зональную структуру трансплантата, центральная часть которого содержала нейроны, а периферическая — преимущественно астроциты человека. Рост отростков трансплантированных нейронов в основном происходил по ходу мозолистого тела, однако на небольшие расстояния они проникали и в окружающую ткань стриатума.

Следует отметить, что выявленные в настоящей работе степени функционального развития нейронов трансплантата оказались недостаточными для появления отчётливого улучшения поведенческих показателей у крыс-биомоделей.

Установленные в работе морфологические особенности трансплантата на разных сроках позволяют глубже понять патофизиологию и временные закономерности интеграции новых дофаминергических нейронов и реиннервации стриатума у крыс с моделью БП в отдалённом послеоперационном периоде.

About the authors

Dmitry N. Voronkov

Research Center of Neurology

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0001-5222-5322

Cand. Sci. (Biol.), senior researcher, Laboratory of neuromorphology

Russian Federation, Moscow

Alla V. Stavrovskaya

Research Center of Neurology

Author for correspondence.
Email: alla_stav@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-8689-0934

Cand. Sci. (Biol.), leading researcher, Laboratory of experimental pathology of the nervous system

Russian Federation, Moscow

Olga S. Lebedeva

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical and Chemical Medicine

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0003-0767-5265

senior researcher, Laboratory of cell biology

Russian Federation, Moscow

Wen Li

Health Sciences Institute, China Medical University

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-0383-0240

PhD, Professor, Institute of Health Sciences

Taiwan, Province of China, Shenyang

Artem S. Olshansky

Research Center of Neurology

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-5696-8032

Cand. Sci. (Biol.), senior researcher, Laboratory of experimental pathology of the nervous system

Russian Federation, Moscow

Anastasia S. Gushchina

Research Center of Neurology

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0003-3026-0279

researcher, Laboratory of experimental pathology of the nervous system

Russian Federation, Moscow

Marina R. Kapkaeva

Research Center of Neurology

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-2833-2897

junior researcher, Laboratory of neurobiology and tissue engineering

Russian Federation, Moscow

Alexandra N. Bogomazova

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical and Chemical Medicine

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0003-1549-1984

Head, Laboratory of cell biology

Russian Federation, Moscow

Maria A. Lagarkova

Lopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical and Chemical Medicine

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0001-9594-1134

D. Sci. (Biol.), Corresponding Member of the Russian Academy of Sciences, Director

Russian Federation, Moscow

Sergey N. Illarioshkin

Research Center of Neurology

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-2704-6282

D. Sci. (Med.), Prof., Academician of the Russian Academy of Sciences, Deputy Director, Head, Brain Research Institute

Russian Federation, Moscow

References

Supplementary files